PCR(Polymerase Chain Reaction,聚合酶鏈反應)是一種選擇性體外擴增DNA或RNA的方法.它包括三個基本步驟: (1) 變性(DeNature):目的雙鏈DNA段在94℃下解鏈; (2) 退火(Anneal):兩種寡核苷酸引物在適當溫度(50℃左右)下與模板上的目的序列通過氫鍵配對;(3) 延伸(Extension):在Taq DNA聚合酶合成DNA的zui適溫度下,以目的DNA為模板進行合成.由這三個基本步驟組成一輪循環,理論上每一輪循環將使目的DNA擴增一倍(圖4),這些經合成產生的DNA又可作為下一輪循環的模板,所以經25-35輪循環就可使DNA擴增達106 倍。

一、 pcr反應中的主要成份

1. 引物：PCR反應產物的特異性由一對上下游引物所決定。引物的好壞往往是PCR成敗的關鍵。引物設計和選擇目的DNA序列區域時可遵循下列原則：(1) 引物長度約為16-30bp， 太短會降低退火溫度影響引物與模板配對，從而使非特異性增高。太長則比較浪費,且難以合成。(2) 引物中G+C含量通常為40%-60%,可按下式粗略估計引物的解鏈溫度 Tm=4(G+C)+2(A+T).(3) 四種堿基應隨機分布，在3'端不存在連續3個G或C,因這樣易導致錯誤引發。(4) 引物3'端與目的序列閱讀框架中密碼子*或第二位核苷酸對應, 以減少由于密碼子擺動產生的不配對。(5) 在引物內, 尤其在3'端應不存在二級結構。(6) 兩引物之間尤其在3'端不能互補, 以防出現引物二聚體, 減少產量。兩引物間不存在4個連續堿基的同源性或互補性。 (7) 引物5'端對擴增特異性影響不大, 可在引物設計時加上限制酶位點、核糖 體結合位點、起始密碼子、缺失或插入突變位點以及標記、熒光素等. 通常應在5'端限制酶位點外再加1-2個保護堿基。(8) 引物不與模板結合位點以外的序列互補。所擴增產物本身無穩定的二級結構, 以免產生非特異性擴增,影響產量。 (9) 簡并引物應選用簡并程度低的密碼子, 例如選用只有一種密碼子的Met, 3'端應不存在簡并性。否則可能由于產量低而看不見擴增產物。

一般PCR反應中的引物終濃度為0.2-1.0μmol/L。引物過多會產生錯誤引導或產生引物二聚體, 過低則降低產量。利用紫外分光光度計, 可計算引物濃度, 在1cm光程比色杯中,260nm下,引物濃度可按下式計算：

X mol/L= OD260/ A(16000)+C(70000)+G(12000)+T(9600)

X: 引物摩爾濃度,A、C、G、T: 引物中4種不同堿基個數。

2. 4種三磷酸脫氧核苷酸(dNTP)：dNTP應用NaOH 將pH調至7.0,并用分光光度計測定其準確濃度.dNTP原液可配成5-10mmol/L并分裝,-20℃貯存。一般反應中每種dNTP的終濃度為20-200μmol/L。理論上4 種 dNTP各20μmol/L,足以在100μl反應中合成2.6μg的DNA。當dNTP終濃度大于50mmol/L時可抑制Taq dna聚合酶的活性.4種dNTP的濃度應該相等,以減少合成中由于某種dNTP的不足出現的錯誤摻入。

3. Mg2+：Mg2+濃度對Taq DNA聚合酶影響很大,它可影響酶的活性和真實性,影響引物退火和解鏈溫度, 影響產物的特異性以及引物二聚體的形成等。通常Mg2+ 濃度范圍為0.5-2mmol/L.對于一種新的PCR反應,可以用0.1-5mmol/L的遞增濃度的Mg2+ 進行預備實驗,選出zui適的Mg2+濃度。在PCR反應混合物中, 應盡量減少有高濃度的帶負電荷的基團, 例如磷酸基團或EDTA等可能影響Mg2+ 離子濃度的物質,以保證zui適Mg2+ 濃度。

4. 模板：PCR反應必須以DNA為模板進行擴增, 模板DNA可以是單鏈分子,也可以是雙鏈分子,可以是線狀分子,也可以是環狀分子(線狀分子比環狀分子的擴增效果稍好).就模板DNA而言,影響PCR的主要因素是模板的數量和純度.一般反應中的模板數量為102 -105 個拷貝,對于單拷貝基因,這需要0.1μg的人基因組DNA,10ng的酵母DNA,1ng的大腸桿菌DNA.擴增多拷貝序列時,用量更少.靈敏的PCR可從一個細胞,一根頭發,一個孢子或一個精子提取的DNA中分析目的序列.模板量過多則可能增加非特異性產物.DNA中的雜質也會影響PCR的效率。

5. Taq DNA聚合酶：一般Taq DNA聚合酶活性半衰期為92.5℃ 130min,95℃ 40min, 97℃ 5min.現在人們又發現許多新的耐熱的DNA聚合酶,這些酶的活性在高溫下活性可維持更長時間.Taq DNA聚合酶的酶活性單位定義為74℃下,30min,摻入10nmol/L dNTP到核酸中所需的酶量.Taq DNA聚合酶的一個致命弱點是它的出錯率,一般PCR中出錯率為2×10-4 核苷酸/每輪循環,在利用PCR克隆和進行序列分析時尤應注意.在100μl PCR反應中,1.5-2單位的Taq DNA聚合酶就足以進行30輪循環.所用的酶量可根據DNA、引物及其它因素的變化進行適當的增減.酶量過多會使產物非特異性增加,過少則使產量降低.反應結束后,如果需要利用這些產物進行下一步實驗,需要預先滅活Taq DNA聚合酶, 滅活Taq DNA聚合酶的方法有：(1) PCR產物經酚:氯仿抽提,乙醇沉淀。 (2) 加入10mmol/L的EDTA螯合Mg2+ 。 (3) 99-100℃加熱10min.目前已有直接純化PCR產物的Kit可用。

6. 反應緩沖液：反應緩沖液一般含10-50mmol/L Tris·Cl (20℃下pH8.3-8.8), 50mmol/L KCl和適當濃度的Mg2+ . Tris·Cl在20℃時pH為8.3-8.8,但在實際PCR反應中,pH為6.8-7.8. 50mmol/L的KCl有利于引物的退火.另外,反應液可加入5mmol/L的二硫蘇糖醇(DDT)或100μg/ml的牛血清白蛋白(BSA),它們可穩定酶活性,另外加入T4噬菌體的基因32蛋白則對擴增較長的DNA段有利.各種Taq DNA聚合酶商品都有自己特定的一些緩沖液。

二、PCR反應參數

1. 變性：在*輪循環前,在94℃下變性5-10min非常重要,它可使模板DNA*解鏈,然后加入Taq DNA聚合酶(hot start),這樣可減少聚合酶在低溫下仍有活性從而延伸非特異性配對的引物與模板復合物所造成的錯誤。變性不*,往往使PCR失敗,因為未變性*的DNA雙鏈會很快復性,減少DNA產量.一般變性溫度與時間為94℃ 1min。在變性溫度下,雙鏈DNA解鏈只需幾秒鐘即可*,所耗時間主要是為使反應體系*達到適當的溫度。對于富含GC的序列,可適當提高變性溫度.但變性溫度過高或時間過長都會導致酶活性的損失。

2. 退火：引物退火的溫度和所需時間的長短取決于引物的堿基組成，引物的長度、引物與模板的配對程度以及引物的濃度.實際使用的退火溫度比擴增引物的Tm值約低5℃。一般當引物中GC含量高,長度長并與模板*配對時, 應提高退火溫度。退火溫度越高, 所得產物的特異性越高。有些反應甚至可將退火與延伸兩步合并,只用兩種溫度(例如用60℃和94℃)完成整個擴增循環, 既省時間又提高了特異性。退火一般僅需數秒鐘即可完成,反應中所需時間主要是為使整個反應體系達到合適的溫度。通常退火溫度和時間為37℃-55℃,1-2min。

3. 延伸：延伸反應通常為72℃,接近于Taq DNA聚合酶的zui適反應溫度75℃.實際上,引物延伸在退火時即已開始,因為Taq DNA聚合酶的作用溫度范圍可從20℃-85℃.延伸反應時間的長短取決于目的序列的長度和濃度.在一般反應體系中,Taq DNA聚合酶每分鐘約可合成2kb長的DNA。延伸時間過長會導致產物非特異性增加.但對很低濃度的目的序列, 則可適當增加延伸反應的時間。一般在擴增反應完成后,都需要一步較長時間(10-30min)的延伸反應,以獲得盡可能完整的產物, 這對以后進行克隆或測序反應尤為重要。

4. 循環次數： 當其它參數確定之后, 循環次數主要取決于DNA濃度。一般而言25-30輪循環已經足夠。循環次數過多,會使PCR產物中非特異性產物大量增加。通常經25-30輪循環擴增后, 反應中Taq DNA聚合酶已經不足, 如果此時產物量仍不夠, 需要進一步擴增, 可將擴增的DNA樣品稀釋103-105倍作為模板, 重新加入各種反應底物進行擴增, 這樣經60輪循環后, 擴增水平可達109-1010 。

擴增產物的量還與擴增效率有關,擴增產物的量可用下列公式表示:C=C0 (1+P)n 。其中：C為擴增產物量,C0 為起始DNA量, P為增效率, n為循環次數。

在擴增后期,由于產物積累,使原來呈指數擴增的反應變成平坦的曲線,產物不再隨循環數而明顯上升,這稱為平臺效應。平臺期會使原先由于錯配而產生的低濃度非特異性產物繼續大量擴增，達到較高水平。因此，應適當調節循環次數，在平臺期前結束反應， 減少非特異性產物。